免疫学/免疫学实验方法
骨髓中干细胞的生长是细胞免疫的基础。体外模拟这种生长可以通过用基质细胞填充半固体培养基来实现。通过添加不同的生长因子和细胞因子，以及不同分化水平的干细胞，可以了解造血化学介质的影响。HSC 可以从供体中取出，并注射到具有缺陷或缺失造血系统的人体内。仅需取出供体骨髓的 10%，并注射到受体体内，HSC 将会自行找到骨骼，补充受体的造血系统。干细胞移植有几种类型
- 自体——供体即受体本人；受体可以在化疗或放疗前冷冻 HSC；此外，基因工程改造的自体 HSC 可以重新注射回患者体内
- 同基因——供体与受体基因相同（同卵双胞胎）
- 异基因——供体与受体基因不同
- 这会导致移植物抗宿主病 (GVHD)
- GVHD 基于 MHC/HLA 类型，因此当发现人群中异基因成员与受体相比，具有相对相似的 MHC/HLA 类型时，就会发生骨髓“匹配”
产生某些细胞因子（或某些细胞类型本身）的遗传因素可以通过使用基因敲除小鼠来研究。在这些小鼠中，某个基因被失活，并允许动物生长。将产生的表型与其他基因敲除小鼠进行比较，试图拼凑出不同细胞功能和表型的遗传基础。近年来，基因敲除技术已经变得非常成熟。基本上，对基因库进行搜索以寻找要敲除的候选基因。开发一个具有敲除候选基因的全小鼠基因组，并在初步干细胞中进行培养，然后通过电穿孔将其注射到小鼠干细胞中。除了使候选基因失效外，改变的基因组通常还包含两个因素
- 一个基因使培养的初步干细胞对某种抗生素具有抗性。由于并非所有干细胞都会整合改变的基因组，因此对处理过的细胞应用抗生素，只有那些存活下来的细胞才被注射了改变的基因组（包括抗生素抗性基因和敲除的基因序列）
- 一个基因使完全改变的基因敲除小鼠的表型明显。例如，改变的小鼠基因组可能包括一个基因，使基因敲除小鼠的颜色变为纯白色。在处理之前，干细胞从一只黑色小鼠中收集。因此，当黑色毛皮母鼠被注射处理过的干细胞时，它会产下颜色各异的幼鼠，从黑色到白色和灰色不等。然后将近乎白色的后代彼此杂交，并重复该过程，直到产生具有纯白色皮毛的小鼠。这些小鼠最有可能同时具有纯白色基因型和敲除的基因。因此，关联的表型是关联基因型的标记。
有几个基因影响造血，并且已经通过基因敲除进行了开发。这些包括
- GATA-2——调节淋巴细胞和髓系细胞的产生，以及红细胞（红细胞）的产生
- Ikaros——调节淋巴细胞的产生
- Oct-2——调节幼稚 B 细胞分化为浆细胞
小鼠的照射会消除骨髓中的 HSC，破坏小鼠产生红细胞和白细胞的能力。这些细胞可以用免疫学上相同的小鼠的骨髓细胞来代替，尽管在注射的替代细胞中，实际上只有很少的细胞是 HSC。为了集中样本中实际 HSC 的数量，可以照射小鼠，并用与成熟红细胞和白细胞结合的荧光免疫球蛋白注射替代骨髓细胞。现在可以使用流式细胞术方法来剔除这些标记的细胞，并且可以重复该过程，直到只剩下最有可能未分化的细胞。HSC 可以从包含其表面上的 CD34 受体的一组细胞中找到；CD34+ 亚群几乎完全是 HSC，只有少数分化细胞。
给定的抗原可能有多个表位，每个表位与免疫系统反应，产生针对每个表位的特异性抗体。当给定抗原被给予实验动物时，该动物将产生针对抗原每个表位的抗体，形成多克隆抗体反应。然后从动物脾脏中分离出浆细胞 B 细胞，并将这些细胞与特殊的癌性（因此是不朽的）骨髓瘤 B 细胞融合，骨髓瘤 B 细胞本身不会产生任何特异性抗体。骨髓瘤细胞缺乏某种酶，即次黄嘌呤-鸟嘌呤磷酸核糖基转移酶或 HGPRT，因此在某些条件下（即在 HAT 培养基的存在下）无法生长。这些 B 细胞/骨髓瘤细胞杂交产生的产物被称为杂交瘤，它们无限期地分泌单克隆抗体。杂交后，将有三种类型的细胞：1）脾脏 B 细胞，2）骨髓瘤细胞和 3）成功形成的杂交瘤。为了筛选杂交瘤，将混合物在 HAT 培养基上生长（杀死任何未杂交的骨髓瘤细胞），并允许脾脏 B 细胞（因为它们不是癌细胞，并且会因衰老而死亡）死亡。只有那些能够存活很长时间（骨髓瘤成分）并且含有 HGPRT（浆细胞成分）的细胞才能在筛选过程中存活。这仅会导致杂交瘤，每个杂交瘤分泌不同的抗体。现在通过差异稀释分离多克隆杂交瘤混合物，以便分离出针对每个特定表位的杂交瘤，最终导致功能性、不朽的单克隆 B 细胞。
单克隆抗体 (mAbs) 非常有用。它们可以被放射性标记或用荧光分子标记，以检测蛋白质，例如组织中的癌蛋白。荧光抗体的使用也使科学家能够对细胞成分进行成像，从而加深了对细胞结构及其遗传学的理解。此外，免疫毒素的抗癌特性源于与某种毒素结合的 mAb，这种毒素会定位到与 mAb 匹配的癌表位。抗体还可以与酶功能（抗体酶）形成，这为在特定点切割蛋白质以更成功地研究蛋白质组带来了希望。
一列珠子包含单克隆抗体。然后将蛋白质混合物（潜在抗原）通过该柱，并且所关注的抗原与单克隆抗体结合。然后洗涤该柱，去除任何未被单克隆抗体捕获的抗原。然后调整 pH 值以打破 Ab/Ag 相互作用，并冲洗该柱；所关注的 Ag 将在最后一次洗涤中洗脱。
放射免疫分析是一种科学方法，用于测试血液中的激素水平，无需使用生物测定法。它包括将放射性抗原（通常用连接到酪氨酸的碘同位素标记）与该抗原的抗体混合，然后添加已知数量的未标记或“冷”抗原，并测量被置换的标记抗原的量。
最初，放射性抗原与抗体结合。当添加冷抗原时，两者竞争结合抗体位点 - 并且在冷抗原浓度较高时，更多冷抗原与抗体结合，置换放射性变体。将溶液中结合的抗原与未结合的抗原分离，并使用每个抗原的放射性来绘制结合曲线。
创建此标准曲线后，可以从患者身上采集样本。然后将样本添加到 Ab/放射性 Ag 混合物中。允许样本与放射性 Ag 混合，并且未标记的 Ag（通常是正在测试的体内的激素）将置换一些放射性 Ag。然后“冲洗”该混合物，并将剩余的放射性标记抗原的量与标准曲线进行比较，从而可以轻松确定未标记（患者来源）Ag/激素水平。
该技术非常灵敏且特异性强，尽管成本高，并且在诊断和治疗诸如桥本氏甲状腺炎和系统性红斑狼疮等自身免疫性疾病方面特别有用。
将抗原样本应用于孔的表面，样本之间的空间填充不结合抗体的蛋白质。大量的抗体与能够产生颜色变化的特定酶连接，在允许仅Ab/Ag结合的条件下添加到样本中；*必须添加足够的Ab以与样本中所有可能的Ag分子反应——如果Ag多于Ab，则额外的Ag将*不会*被测试检测到*。然后洗涤孔，激活颜色变化反应。可以通过分光光度法测量颜色变化的程度，并通过将颜色变化与标准曲线进行比较来确定抗原的浓度。
- **夹心 (捕获) ELISA**——对于浓度非常低的抗原，例如细胞因子，其与孔板的结合可能很困难。此方法使用一种针对Ag上表位之一的Ab，将这些底部抗体连接到孔板孔中，在那里它们结合添加的少量Ag。将第二种类型的抗体添加到孔中，该抗体与Ag上的不同表位结合。因此，Ag夹在底部“保持”抗体和与产生颜色变化的酶连接的顶部“检测”抗体之间。
与RIA类似，在此测试中，固定量的Ab附着在孔的表面。将已知量的放射性标记Ag添加到孔中，并将样本（可能含有未标记的Ag）也添加到孔中。必须添加足够的标记Ag以与每个Ab反应，否则测试将不准确。这是因为未标记的Ag必须与标记的Ag竞争，为了真正竞争，每个Ab结合位点都必须有可能被标记的Ag填充。洗涤孔，将“胜出”标记Ag的未标记Ag的数量与标准曲线进行比较（因此，剩余标记Ag的数量与样本中Ag的数量成反比，通过标准曲线中的某些关系）。
每个抗体至少有两个（在二聚体和五聚体的情况下，有两个以上）针对表位的相同结合位点这一事实允许抗原的凝集。血凝是利用此特性来测试血型；将抗-A Ab抗-B Ab以及抗-A和抗-B Ab的混合物添加到血液样本的小份中，并且凝集（凝集）表明血型。
库姆斯试验（也称为库姆斯试验）是一种血液测试，用于确定是否存在红细胞抗体，这通常会导致溶血，尤其是在Rh病中。库姆斯抗体是抗人球蛋白。它于1945年首次由剑桥免疫学家罗宾·库姆斯、亚瑟·穆兰特和罗布·雷斯描述。该测试也用于输血前血液筛查。
存在两种类型的测试
- 间接库姆斯试验 - 也称为间接抗球蛋白试验 (IAT)。这用于匹配血液制品。它通过添加多克隆抗血清来检测存在于红细胞膜上的免疫蛋白，该抗血清包含针对人免疫球蛋白和补体的抗体，以使细胞凝集。
- 直接库姆斯试验 - 也称为直接抗球蛋白试验 (DAT)。它通过在血清中孵育正常红细胞、洗涤细胞，然后使用包含针对人免疫球蛋白和补体的抗体的多克隆抗血清来使细胞凝集，来检测能够附着在正常红细胞上的抗体。DAT 用于确定患者是否患有免疫介导的溶血（抗体介导的红细胞破坏），如 Rh 病中发生的情况。
库姆斯试验用于检测患者血液中是否存在凝集的红细胞。如果呈阳性，则解释为体内发生了抗原-抗体反应。库姆斯试验有时被称为直接抗球蛋白试验。间接抗球蛋白试验也称为抗体筛选。在此测试中，将几滴患者血清放入一个小试管中，与一滴试剂红细胞混合，并检查是否有抗原-抗体反应。如果有这种反应，则意味着患者血清中含有针对试剂红细胞上已知抗原的抗体。